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本试剂盒可从各种细菌（革兰氏阴性菌和革兰氏阳性菌）中快速提取高质量的基因组DNA，每次可处理10⁶～10⁸个细胞。试剂盒采用优化的缓冲体系，使裂解液中的DNA高效特异地结合到硅基质吸附柱上。提取过程无需使用苯酚或氯仿等有毒试剂，得到的DNA浓度和纯度高，可直接用于酶切、PCR、文库构建、Southern Blot、分子标记等下游实验。

• DNA质量高：提取的DNA浓度和纯度较高，适用于对浓度、纯度和完整性要求较高的下游实验；
  
• 安全低毒：无需酚、氯仿等有毒试剂。

• 第一次使用前，分别在Buffer GW1和Buffer GW2中加入17mL和60mL的无水乙醇。
  
• 使用前请检查Buffer GB1和Buffer GB2是否出现沉淀，如有请于56?C水浴溶解后使用。
  
• 若下游实验受RNA影响较大，可按照操作说明在相应步骤加入RNase A。
  
• 如果提取次生代谢产物大量积累或细胞壁厚的细菌培养物的基因组，建议在对数生长期早期收集样品。

• 取细菌培养物1～5mL（10⁶～10⁸个细胞，最多不超过2×10⁹个细胞，太多会导致吸附柱堵塞，降低浓度和纯度）置于离心管（自备）中，10000rpm（~11500×g）离心1min，尽量吸净上清。
  
• 向菌体沉淀中加入200μL Buffer GB1，振荡使菌体彻底重悬。
  
  • 对于难破壁的革兰氏阳性菌，可省去步骤2，加入180μL溶菌酶溶液处理。（溶菌酶溶液配制：70μL溶菌酶溶液（50mg/mL，自备）+110μL缓冲液（20mM Tris pH=8.0；2mM Na2-EDTA；1.2％ Triton X-100），37℃孵育30min以上。
    
  • 如需去除RNA，可在上述步骤完成后，加入4μL浓度为100mg/mL的RNase A溶液，振荡混匀15s，室温放置5min。
• 加入20μL蛋白酶K，混匀。
  
• 加入220μL Buffer GB2，振荡15s，70℃孵育10min，溶液应变清亮，短暂离心以去除管盖内壁水珠。
  
  加入Buffer GB2可能会产生白色沉淀，70℃孵育后一般会消失，不影响后续实验。若溶液未变清亮，说明细胞裂解不彻底，可能会导致提取的DNA量少且不纯。
  
  
• 加入200μL无水乙醇，涡旋震荡充分混匀；短暂离心去除管盖内壁的水珠。
  
• 将步骤5所得溶液（包括形成的沉淀）全部加入已装入收集管的ColPure DNA吸附柱中，若一次不能加完溶液，可分多次转入。12000rpm(~13400×g)离心30s，倒掉收集管中的废液，将吸附柱重新放回收集管中。
  
• 向吸附柱中加入500μL Buffer GW1（使用前检查是否已加入无水乙醇），12000rpm离心30s，倒掉收集管中的废液，将吸附柱重新放回收集管中。
  
• 向吸附柱中加入600μL Buffer GW2（使用前检查是否已加入无水乙醇），12000rpm离心30s，倒掉收集管中的废液。
  
• 重复步骤8。
  
• 将吸附柱重新放回收集管中，12000rpm离心2min，倒掉收集管中废液。开盖于室温晾干数分钟。
  
  这一步的目的是将吸附柱中残余的乙醇去除，乙醇的残留会影响后续的酶促反应（酶切、PCR等）。
  
  
• 将吸附柱置于一个新的离心管（自备）中，向吸附柱的膜中间部位悬空加入50～200μL Buffer TE或灭菌水，室温放置2～5min，12000rpm离心2min，收集DNA溶液，-20℃保存DNA。
  
  • 若需增加产量，可将得到的溶液重新加入到吸附柱中，室温放置2～5min，12000rpm离心1min。
    
  • 如果下游实验对pH值或EDTA敏感，可以用灭菌水洗脱。洗脱液的pH值对洗脱效率有较大影响，若用水作洗脱液应保证其pH值在7.0～8.5（可以用NaOH将水的pH值调到此范围），如需长期保存，推荐用Buffer TE洗脱并于-20℃保存。

• 柱子堵塞？
  
  • 菌液用量过多或样品裂解不充分。建议按照说明书推荐量进行提取；
    
  • 离心温度过低。本制品使用操作均在室温下进行。
• DNA得率低？
  
  • 菌液用量过多或过少。建议按照说明书推荐量进行提取；
    
  • 菌液不新鲜。建议提取新鲜或活力较高的菌液（如对数期细菌）。
• 后期实验受RNA影响？
  
  • 未加入RNase A消化。若后续实验需要去除RNA影响，可按照说明书步骤加入RNase A消化；
    
  • 样品中RNA含量过多。可适当增加RNase A用量或延长消化时间。
• 结果显示蛋白残留较多？
  菌液量过多。建议减少菌液量或重复步骤7一次即可。